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INFORME DE LABORATORIO ANÁLISIS COPROLÓGICO PARÁSITOS-MCMASTER Y BAERMAN

OBJETIVOS

OBJETIVO GENERAL

• Determinar la presencia de parásitos gastrointestinales y pulmonares en heces y determinar la presencia de hemoparasitos en sangre de bovinos a través de las técnicas de laboratorio. (McMASTER; BAERMAN).

OBJETIVOS ESPECIFICOS

 Identificar la presencia de parásitos gastrointestinales
 Observar si existe presencia de parásitos pulmonares.
 Cuantificar la cantidad de parásitos por gramo de heces.
 Realizar un hematocrito para determinar el estado anémico de los animales.
 Identificar la presencia de microfilarias en las diferentes muestras sanguíneas.
 Observar la presencia o no de hemoparásitos en las muestras de sangre.

INTRODUCCION

Siempre ha sido de interés para los parasicólogos, conocer las especies de parásitos existentes en diferentes lugares del mundo y muy en particular las de sus propios países.

La importancia de los parásitos gastrointestinales y pulmonares, como agentes causales y predisponentes de enfermedad en los bovinos, han estimulado el desarrollo de numerosos trabajos sobre diversos tópicos concernientes a los mismos y especialmente, sobre aspectos epidemiológicos.

Mediante esos estudios se ha determinado que el medio ambiente y sus características climatológicas, al igual que las prácticas de manejo de los rebaños, influencian grandemente la evolución e intensidad de ambos parasitismos, por lo cual es preciso realizar observaciones en cada zona ganadera en particular.

Los parásitos internos, en especial los que se localizan en el tracto digestivo, son considerados una de las principales limitantes productivas en los sistemas pastoriles de producción de carne bovina. Si bien un porcentaje del orden del 10 % se debe a mortandades, tales pérdidas son adjudicadas a las parasitosis subclínicas que por otra parte son las de mayor dificultad diagnóstica y donde las técnicas tradicionales (como el conteo de Huevos por gramo de materia fecal) presentan algunas limitantes para su detección temprana.

El control eficiente es uno de los desafíos constantes que tienen productores y profesionales dedicados a la actividad ganadera. Las pérdidas que ocasionan son, principalmente, mermas en las ganancias de peso vivo de animales en engorde, problemas de desarrollo en novillas de reposición, en la producción de leche e inversiones en antiparasitarios con limitado retorno económico.

Debe considerarse entonces, que el control de las lombrices gastrointestinales es un esfuerzo económico. En realidad una inversión que aplicado y respaldado por un profesional, hará que en muchos casos incline favorablemente la rentabilidad final del sistema de producción.

El diagnóstico de las parasitosis internas en rumiantes constituye una herramienta fundamental para el médico veterinario y zootecnista, quien requiere conocer en forma precisa la situación parasicológica del ganado a fin de realizar el tratamiento adecuado y poder suministrar sugerencias y recomendaciones pertinentes al ganadero.





MATERIALES Y METODOS


CARACTERIZACIÓN DEL PREDIO:

Nombre: SANTA CATALINA

Propietaria: GILBERTO VALLESTAS

Administrador: NILSON PESTANA

Descripción: Es una finca de 200 Ha de topografía semiplana, de suelos franco-arcillosos de mediana fertilidad, con disponibilidad de agua variable según la época del año por pozos profundos de tipo artesanal. (Las aguas no tienen tratamiento).

Posee pasturas de diferentes clases como de Dichantum aristatum, Brachiaria decumbens, Botriochloa pertusa. (Angleton, Decumbens,colosuana).

Producción Leche: 3 litros

División de potreros: 5-7 Ha por potreros.

Ubicación
Departamento: Córdoba
Municipio: Montería
Dirección: Margen izquierda del río sinu, al lado del barrio holanda y el barrio Caracolí, a la orilla del río sinu.

Clima: trópico bajo, con una humedad relativa del 87%, con una temperatura entre 28 y 39ºC

Tipo de explotación: Ganadería Bovina (doble propósito).

Sistema de pastoreo: extensivo, encierro en corral para ordeño (amamantamiento)

Suplementación: sal mineral al 6%, caña de azúcar en época seca.


Plan de Desparasitacion: en la finca SANTA CATALINA, cada 6 meses se realiza una desparasitacion colectiva, según la temporada de lluvias y/o a criterio del administrador, no se lleva un control sincronizado ni se tiene un plan estricto de vermifugaciones y también el ciclo de Aftosa y Brucelosis.
La Desparasitacion se realiza con los siguientes productos comerciales alternadamente:

 IVOMEC GOLD

Las desparasitaciones orales se realizan anualmente a los terneros entre nueve (9) y catorce (14) meses de edad con:

 Panacur
 Bovex.


Técnicas Parasicológicas

1. Recolección de las muestras heces

Se procedió a realizar un muestreo en 6 animales. Las muestras fueron tomadas directamente del recto, colocadas en bolsas plásticas debidamente identificadas y mantenidas en cavas con hielo, por un lapso de hasta 24 horas antes de su procesamiento. El procesamiento fue realizado mediante la técnica cuantitativa Mc Master, sedimentación Baermann y tubo capilar.

Los animales muestreados se les observó que no tenían presencia de ectoparásitos.

DATOS MUESTRALES

TABLA 1. DATOS DE MUESTREO FINCA SANTA CATALINA

DATOS MUÉSTRALES DE LOS ANIMALES


IDENTIFICACIÓN
SEXO

EDAD
ESTADO CORPORAL
PESO
(Kg)
MUESTRA
SANGRE
MUESTRA
HECES
1 2809-3 H 6 años 3.2 410  
2 760-9 H 5 años 3.2 410  
3 3150-3 H 4 años 3.0 405  
4 3267-3 H 3.5 años 3.0 415  
5 3054-3 H 4 años 2.5 429  
6 3564-3 H 8 meses 2.5 425  
H: hembra X: afirmación de muestra.


ÍTEMS Nº 1 Prueba de McMaster

MATERIALES

 1 Probeta
 6 Frascos plásticos
 6 Tubos de ensayo
 Gasa
 1 Libra de azúcar
 1 Balanza
 Muestras de heces
 6 Beacker
 1 tijera
 6 Paletas
 6 Guantes de palpación
 Guantes quirúrgicos
 Batas
 1 Centrifuga
 1 Gradilla
 6 Pipetas de pasteur
 5 Cámaras de McMaster
 2 Microscopios

PROCEDIMIENTO

1. Pesar 2 gr. de materia fecal
2. Macerar y adicionarlas en un frasco plástico.
3. Agregar 28 ml de solución sobresaturada de azúcar al frasco con las heces.
4. Agitar bien para homogenizar, con un baja lenguas.
5. Filtrar a través de una gasa
6. Agregar a tubos de ensayo, en proporciones iguales
7. Centrifugar a 1500RPM (revoluciones por minutos) durante 5 minutos.
8. Botar sobre nadante.
9. Agregar a cada tubo de ensayo una solución saturada de azúcar hasta el borde del mismo, por un tiempo de 5 minutos.( por medio del a sobresaturación se busca que los huevos suban a la superficie)
10. Tomar con una pipeta de pasteur después de 4 minutos la solución.
11. Llenar la cámara de McMaster, tratando que no queden burbujas de aire.
12. Dejar reposar por unos minutos.
13. Examinar al microscopio con objetivo de 10x, contando los huevos observados en las áreas demarcadas de ambas cámaras.

El número de huevos por gramo puede ser calculado así:
• Se suman los huevos de la cámara uno con los huevos de la cámara dos, de la misma clase de parasito.
• Se divide entre 2 (debido a los dos compartimentos de la cámara).
• Finalmente se multiplica por 30 (la suma de 2 g de materia fecal y 28ml de agua) para obtener H/g.


CÁMARA DE MC MASTER
La cámara Mc Master sirve para el conteo de huevos gastrointestinales está particularmente diseñada para la estimación cuantitativa del número de huevos de parásitos por gramo de heces en cabras, ovejas, ganado bovino y otros pequeños animales. La tecnica McMaster es de tipo cuantitativa.
El método que utiliza esta información puede estimar el grado de infestación en el rebaño y la eficacia de los tratamientos.
La lámina Mc Master tiene 4 cámaras de 0,3ml cada una. Cada cámara está subdividida en dos áreas de conteo de 0.15ml, cada una de las cuales tiene líneas guía para asistir en el conteo.
Los grabados están en el interior de la pieza superior, para conteo de los huevos por flotación y son opacos para un contraste mejorado.

Las Láminas Mc Master cuentan con:
 Amplia zona de llenado.
 Separadores de Silicona entre cámaras
 Piezas superiores sobresalientes para mejor agarre.
 Uniones de silicona para absorber impactos menores y para mejor estabilidad durante el autoclavado y frente a agentes limpiadores

Usada en laboratorios de investigación, universidades y clínicas veterinarias por toda Australia y Nueva Zelanda, y suministrada a laboratorios en el Medio Oriente, EEUU, Sur America y Asia.
Al microscopio se observa de la siguiente forma:

HUEVOS DE: Trichostrongylus


RESULTADOS Y ANALISIS DE RESULTADOS

Muestra 1

C1: Trichostrongylus 3
Strongyloides 33
Coccidia 1

C2: Trichostrongylus 7
Strongyloides 63

Muestra 2

C1: Trichostrongylus 2

C2: Coccidia 2

Muestra 3

C1: Trichostrongylus 4
Coccidia 3

C2: Trichostrongylus 3

Muestra 4

C1: Trichostrongylus 1
Strongyloides 314

C2: Strongyloides 295

Muestra 5

C1: Trichostrongylus 3
C2: Trichostrongylus 5
Coccidia 1
Muestra 6

C1: Trichostrongylus 5

C2: Trichostrongylus 4
Coccidia 15
Podemos decir que solamente encontramos prevalecía de Strongyloides en los animales 1 y cuatro siendo este ultimo el mas cargado de los dos. Además, podemos deducir que hay mas prevalecía de Trichostrongylus en todos los animales que cualquier otro parásito. Las coccidias fueron las que menos se encontraron. A continuación podemos observar una tabla con la prevalecía general de los parásitos observados con el método de McMaster.

Strongyloides 705 Coccidia 8
Trichostrongylus 53

ITEMS Nº 2 Prueba de BAERMAN
MATERIALES

 6 Embudos
 6 Tubos de ensayo
 Mesa para embudos
 Portaobjetos
 Cubreobjetos
 1 Balanza
 Gasa
 Microscopio
 Guantes
 Bata
 Pipeta de Pasteur
 Centrifuga
 Muestras de heces

PROCEDIMIENTO

1. Pesa r 10 a 25 gramos de la muestra.
2. Descontar 3 gramos aproximadamente del peso de la gasa.
3. Colocar en un embudo de plástico un soporte adecuado.
4. Unir al extremo inferior del embudo, un pedazo e tubo de hule 12 cm de longitud.
5. Unir al extremo inferior del tubo de hule un tubo de ensayo.
6. Llenar todo el sistema con agua templada (30-40ºC) evitando la formación de burbujas.
7. Colocar la gasa con la muestra
8. El agua debe almenos llegar hasta la mitad de la masa de materia fecal.
9. Dejar reposar 24 horas.
10. Retirar el tubo de ensayo
11. Centrifugar a 2500 rpm por 5 minutos.
12. Descartar el sobrenadante.
13. Agitar el sedimento
14. Con una pipeta de pasteur llevar a un portaobjetos.
15. Observar al microscopio con objetivo de 10x.
16. Identificar.
17. contar las larvas.

La técnica Baerman sirve para contar la larvas de parásitos pulmonares como lo es el Dictiocaullus viviparus en bovinos.

RESULTADOS Y ANALISIS DE RESULTADOS

Muestra 1

Peso: 13gr
Nº larvas: 77

Muestra 2

No se observaron parásitos

Muestra 3

No se observaron parásitos

Muestra 4

Peso: 11gr
Nº larvas: 100

Muestra 5

Peso: 13gr
Nº larvas: 30

Muestra 6

Peso: 15gr
Nº larvas: 5

Como se puede observar el animal con mas presencia de larvas de Dictycaulus viviparus es el numero 4 el cual presento en la prueba anterior el mas alto índice de incidencia de Strongyloides, seguidamente se encuentra el numero 1 que también fue el segundo en carga de Strongyloides en la prueba de McMaster, y por ultimo encontramos al numero 6 y 7 este ultimo no presento ninguna clase de parásito en la anterior prueba.

TEMS Nº 3 extendido sanguíneo continuo
MATERIALES

 Portaobjetos
 Cubreobjetos
 Microscopio
 Pipeta de pasteur

REACTIVOS
 Aceite de inmersión
 Etanol
 Colorante WRIGHT


PROCEDIMIENTO
1. Con ayuda de la pipeta de pasteur colocar dos gotas de sangre en un portaobjetos
2. Realizar un extendido con el cubreobjetos con un ángulo de inclinación de 45º y se deja secar al ambiente.
3. Se fija la muestra con etanol y se deja secar a temperatura ambiente.
4. Posteriormente se colorea con el colorante WRIGHT por 15 minutos.
5. Se lleva al microscopio con objetivo de 100x y aceite de inmersión.

RESULTADOS
Con esta prueba lo que se buscaba era encontrar la presencia de hemoparasitos como anaplasmas, babesia y tripanosomas. Luego de observar al microscopio las muestras de cada animal no hubo presencia de ninguno de estos parásitos en la sangre muestreada.

ITEMS Nº 4 LA TÉCNICA DEL TUBO CAPILAR (microhematocrito)

MATERIALES
 Sangre
 5 tubo capilar
 plastilina
 microcentrífuga
 microscopio
 tabla de lectura

PROCEDIMIENTO

1. Tomar un tubo capilar
2. sumergir en la muestra de sangre con anticoagulante, éste por medio de capilaridad se llena.
3. Sellar la parte inferior con plastilina. Para que no se pierda el contenido
4. microcentrifugar a 2500rpm durante 4 minutos, con el fin de separar los glóbulos rojos del plasma.
5. leer el hematocrito con la ayuda de la tabla de lectura de hematocrito, lo cual determina los niveles de anemia.
6. observar al microscopio, en la parte de intersección entre los glóbulos rojo y el pasma, porque en este sitio se observa la microfilmarías.

RESULTADOS
Muestra 1 Muestra 5
31% de hematocrito 41% de hematocrito
Muestra 2
26% de hematocrito
Muestra 3
22% de hematocrito
Muestra 4
26% de hematocrito

Ahora Observaremos en porcentajes la cantidad de hematocrito por animal el promedio actual para el rango es de 29 a 45 de HTO

Como podemos observar claramente en las distintas graficas el animal con mayor porcentaje de hematocrito es el animal numero 5 con el 41% de Hto el cual en la prueba de extendido sanguíneo y en la de BAERMAN si presento presencia de parásitos, seguidamente se encuentra el animal 3 con un 26% de hematocrito que también se observo dos clases de parásitos que fueron Trichostrongylos y Coccidia. Este animal presenta anemia.

1. El animal numero 4 que hasta el momento ha sido el mas afectado por larvas de Dictycaulus viviparus y Strongyloide presento un hematocrito de 22%. Presenta anemia.

2. El animal numero 5 con 26% de Hto, también se encuentra por debajo del rango total, presenta anemia

3. El animal numero 6 con el 41% de Hto, esta prueba están en el rango normal del hematocrito que oscila entre 29% y 45%; solo 1 animal quedo alto al rango normal, que son el numero 6 con 41% Hto lo cual no está en un estado grave que es cuando se encuentran por debajo del 15% de hematocrito, además este animal no presenta signos de anemia.

Por otra parte, en este análisis se descarto la presencia de microfilarias a través de la técnica de WO del tubo capilar. No se observaron microfilarias en ninguna de las muestras estudiadas.

CONCLUSION

El principal objetivo de realizar este laboratorio como estudiantes de medicina veterinaria y zootecnia y como futuros MVZ que nos desempeñaremos en un campo en el cual constantemente estaremos vigilando el estado de higiene de los animales tratando de evitar la presencia de cualquier agente agresor, en especial en este caso los parásitos; que pueda causarnos daños en el hato.

La realización de todas estas pruebas nos ha familiarizado con las técnicas más importantes utilizadas actualmente en nuestra región para la determinación de presencia o prevalecía de parásitos gastrointestinales, pulmonares y hemoparasitos en los hatos ganaderos de nuestras fincas.

Algo muy importante que se debe destacar en este trabajo como cumplimiento es que hemos aprendido como se realiza el estudio de unas pruebas; que en un futuro como MVZ las mandaremos a realizar para poder diagnosticar alguna enfermedad, desde el momento de la recolección de las muestras hasta realizar una lectura correcta del análisis realizado.

Por otra parte, los animales estudiados mostraron presencia de ciertos parásitos gastrointestinales y pulmonares, libres de hemoparasitos. En general los animales no sobrepasaron los límites para caracterizarlos o catalogaros en un estado de parasitiasis, pero si en un estado de parasitosis que debe tratarse para evitar pasar a un estado más grave como lo es una parasitiasis.

Para finalizar, esto nos sirve en nuestra vida profesional como una herramienta básica para tener un mejor desempeño laboral y evitar algunas veces cometer errores al mandar a los laboratorios muestras equívocadas.



BIBLIOGRAFIA

 www.rvc.ac.uk/Review/Parasitology_Spanish/EggCount/Purpose.htm
 http://www.zoetecnocampo.com/Documentos/eimeria/eimeria.htm
 http://www.agronet.gov.co/www/docs_si2/20061127162541_Manejo%20integral%20de%20parasitismo%20bovino.pdf
 http://www.mundo-pecuario.com/buscador/endoparasitos.html
 www.viarural.com.ar/viarural.com.ar/insumosagropecuarios/.../merial/bovinos/parasitosbovinos/endoparasito...
 http://www.dcnls.com/Productos/Laboratorio/camara-mcmaster.htm

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